AFM-IR: Subzellulare Infrarotdarstellung mit einem AtomKraft-Mikroskop

Durch Dr. Alexandre Dazzi

Dr. Alexandre Dazzi, Université-Paris-Seifenlauge, Laboratoire de Chimie Physique, Batiment 201-P2, 91405 Orsay, Frankreich. Entsprechender Autor: alexandre.dazzi@u-psud.fr

Die vorhandenen Hilfsmittel, die, Infrarotspektroskopie und Mikroskopie an der nmschuppe durchzuführen erhältlich sind, sind begrenzt, alle verschiedenen Nahfeldmikroskope betrachtend. Jedoch AFM-IR, ein neues Infrarot-spectromicroscope, das ein AtomKraft-Mikroskop zu (AFM) einem abstimmbaren Laser verbindet, erlaubt Forschern, chemische Informationen über eine Schuppe zu berechnen nicht vorher möglich. Der Auftrag von Bändern der Absorption ist nicht-vieldeutig, spectroscopists AFM-IR Spektren wie die so leicht verwenden lassend, die unter Verwendung der klassischen Infrarotmethoden erreicht werden.

Das Prinzip von AFM-IR1 ist, das FLUGHANDBUCH im Kontaktmodus mit einem pulsierten abstimmbaren Laser zu verbinden (Abbildung 1). Eine Probe wird auf ein Infrarot-transparentes Prisma gelegt und bestrahlt dann mit dem Laser. Wenn die Laser-Wellenlänge auf den Absorptionsbändern der Probe justiert wird, verursacht das absorbierte Laserlicht einen photothermal Temperaturanstieg in den absorbierenden Regionen der Probe. Als die Temperaturanstiege wegen IR-Absorption, erweitert die Probe. Die lokale thermische Reihenentwicklung wird mit der Spitze des FLUGHANDBUCHS geüberwacht. Die schnelle thermische Reihenentwicklung der Probe erzeugt einen Kraftantrieb, der den Kragbalken in Oszillation treibt. So, jedes Mal wenn der Lichtimpuls absorbiert und die Probe heizt wird, oszilliert der Kragbalken bei seiner Resonanzfrequenz. Die Amplitude ist direkt zur Energie proportional, die absorbiert wird2und so führt zu Absorptionsspektren, die betriebsbereit aufeinander bezogen werden, um zu sein IR-Spektroskopietechniken wie FTIR. Verglichen mit FTIR, ist die Empfindlichkeit der AFM-IR Technik in der Lage, Proben auf der Größenschuppe von zehn von nm chemisch zu kennzeichnen.

Abbildung 1: Diagramm von AFMIR-Technik

Die AFM-IR Technik ist in unserem Forschungszentrum (Laboratoire de Chimie Physique, Orsay, Frankreich) für fünf Jahre verwendet worden. Die Experimente wurden und Bodenlauf am Mitte-Laser d'Orsay Infrarouge montiert (CLIO, http://clio.lcp.u-psud.fr/clio_eng/clio_eng.htm) und liefert jetzt ein permanentes beamline. CLIO wird in eine ziemlich ungewöhnliche Methode gelaufen: Es erlaubt uns, unsere Anlagen externen Benutzern von anderen Forschungsgruppen anzubieten. Die Bedingung der Quelle ist, ein Laser des freien Elektrons zu sein, der von 3 bis µm 150 melodisch ist. Zugriff wird von einem Programmausschuß gehandhabt, der denen in den Synchrotonmitte ähnlich ist. Es ist in diesem Zusammenhang, dass wir in der Lage gewesen sind, auf einigen Projekten in den verschiedenen Bereichen, besonders in der Biologie3,4,5,6,7und im nanophotonics zusammenzuarbeiten.8,9,10

Anwendungsbeispiel in der Mikrobiologie: PHB-Einbauort in Rhodobacter-capsulatus6

Rhodobacter-capsulatus ist eine purpurrote nonsulfur fotosynthetische Bakterie, die ein Polymer produziert, polyhydroxybutyrate (PHB), für seinen Energiespeicher unter Bäscheneinbeziehungsform. PHB gehört einer Klasse Polyester und ist für einige Jahre in der Produktion des Plastiks verwendet worden, der ähnliche mechanische und thermoplastische Eigenschaften zu denen des Polyäthylens und des Polypropylens aber mit dem Vorteil des In der Lage seins, erneuerbare Ressourcen zu verwenden hat. Das Vorhandensein von PHB kann in das mittel-Infrarotgebiet geprüft werden durch das Vorhandensein von spezifischen Absorptionsbändern, insbesondere gegen 1740 cm-1 (C=Os des Esters), leicht unterscheidbar von anderen Bakterienbändern: Amid I bei 1660 cm-1, Amid II bei 1550 cm-1.

Die Spitzenbilder in Abbildung 2 zeigen die Topographie von den Bakterien an, die durch klassisches FLUGHANDBUCH erhalten werden. Die unteren Bilder zeigen die entsprechende chemische Kartographie von PHB (bei 1740 cm-1). Auf allen Karten haben wir ringsum Bereiche lokalisiert, in denen das Signal intensiver ist (rote Gebiete). Diese Gebiete entsprechen PHB-Körnchen innerhalb der Bakterien (Abbildung 2 d, e, f). Auf jeder chemischen Karte können wir die Größe von Körnchen schätzen, indem wir die Breite auf das halbhohe schätzen. Stellen Sie dar, dass 2d ein großes rundes Körnchen 210 nm von Durchmesser und von langer Form einer von nur 50 nm groß aufdeckt (Oberseite des Bildes). Diese lange Form ist das Ergebnis kleiner kugelförmiger PHB-Bäschen sehr wahrscheinlich, die nah an der Membran ausgerichtet werden. Abbildung 2e zeigt eine Bakterie ohne PHB-Bäschen. Dieses schlägt vor, dass unter diesen Wachstumsbedingungen, alle Rhodobacter-capsulatus Bakterien nicht notwendigerweise PHB produzieren. Abbildung 2f (lautes Summen der Abbildung 2e) deckt auf, dass der absorbierende Bereich tatsächlich durch zwei anliegende Bäschen von verschiedenen Größen verfasst wird.

Abbildung 2a: FLUGHANDBUCH-Topographie von einem einzelnen Rhodobacter-capsulatus.

Abbildung 2b: FLUGHANDBUCH-Topographie von zwei getrennten Bakterien Rhodobacter.

Abbildung 2c: FLUGHANDBUCH-lautes Summen auf der niedrigsten Bakterie lokalisiert auf B).

Stellen Sie 2d dar: chemisches Abbilden von PHB (bei 1740 cm-1) des entsprechenden topogaphy A).

Abbildung 2e: chemisches Abbilden von PHB von B).

Abbildung 2f: chemisches Abbilden von PHB von c).

Wir haben die Spektroskopieantwort des Bäschens (Abbildung 2f) studiert und ihm mit dem FTIR-Spektrum der Bakterienkultur verglichen (Abbildung 3). Das Spektrum auf einer einzelnen Bakterie (in der roten Abbildung 3a) wurde gemessen, indem man die Spitze des FLUGHANDBUCHS direkt auf das Maximum des Signals unter Verwendung des chemischen Abbildens von PHB in Position brachte (wie durch Abbildung 3b gezeigt). Wir beobachten ein intensives Band von C=O des Esters (zentriert bei 1740 cm-1) während das Band des Amids I bei 1660 cm-1 schwächer und laut aussieht und zeigen die PHB-Beschaffenheit der brenzligen Stelle abbildend von der Abbildung 3b. Das zweite Spektrum wurde aufgezeichnet, indem man die Spitze an Punkt B in Position brachte (Abbildung 3) an der Grenze des Absorptionsbäschens. Das Spektrum zeigt ein besseres Signal für das Amid I, das dem FTIR-Spektrum der Bakterienkultur ähnlich ist (Abbildung 3 im Grün). Die Intensität des PHB in diesem Fall hat sich verglichen mit der vorhergehenden Stellung verringert, die mit dem PHB chemischen Abbilden in Einklang ist. Wenn die Spitze zu C in Position gebracht wird (Abbildung 3), aus dem Bäschen heraus, das AFM-IR Spektrum zeigt nicht das C=O-Band (in violetter Abbildung 3).

Abbildung 3a: Vergleich zwischen lokalen (A im Rot, B in der Orange, C im Veilchen) AFM-IR Spektren und FTIR-Spektrum (im Grün) der Bakterienkultur.

Abbildung 3b: chemisches Abbilden der Bakterie von C=O des Esterbandes mit entsprechender Stellung (A, B, C) der Spektrummaße.

Diese Ergebnisse sind von den äußersten Zinsen, da AFM-IR eine nichtinvasive Technik ist, die direkt an der Studie von Einzelzellen angewendet werden kann. Dank diese Technik, Nano-auflösung ist jetzt für Darstellung unter Verwendung der Infraroten Strahlung erreichbar. Dieses ermöglicht IR-Darstellung an der subzellularen Schuppe, ein Durchbruch beim Ir-Abbilden. Spectromicroscopy stellt ein leistungsfähiges Hilfsmittel dar, um ultra-lokale Zusammensetzung im cellulo zu bestimmen

Strahlung Freigegeben, ist AFM-IR jetzt als Handels-benchtop Instrument erhältlich: das nanoIR, entwickelt und durch Strahlung verkauft


Bezüge

[1] A. Entscheiden Dazzi, R. Prazeres, F. Glotin, J.M. Ortega. Lett. 30, 2388 (2005).

[2] A. Dazzi, F. Glotin und R. Carminati, J. Appl. Phys. 107, 124519 (2010)

[3] A.Dazzi, R.Prazeres, F.Glotin, J.M.Ortega, InfrarotPhysik und Technologie, 49, 113 (2006).

[4] A.Dazzi, R.Prazeres, F.Glotin, J.M.Ortega, M.Alsawaftah, M.De Frutos, Ultramikroskopie 108, 635-641, (2008).

[5] C. Entscheiden Mayet, A. Dazzi, R. Prazeres, F. Allot, F. Glotin, J.M. Ortega. Lett. 33,1611-1613 (2008).

[6] C. Mayet, A. Dazzi, R. Prazeres, J. - M. Ortega, D. Jaillard, Analytiker 135, 2540-2545 (2010).

[7] C. Policar, J.B. Waern, M.A. Plamont, S. Clède, C. Mayet, R. Prazeres, J. - M. Ortega, A. Vessières und A. Dazzi, Internationale Ausgabe Angewandte Chemie, Vol. 50, Punkt 4, 860-864, (2011).

[8] J.Houel, S.Sauvage, P.Boucaud, A.Dazzi, R.Prazeres, F.Glotin, J.M.Ortéga, A.Miard, A.Lemaître, Phys Rev Lett 99, 217404 (2007).

[9] J. Houel, E. Homeyer, S. Sauvage, P. Boucaud, A. Dazzi, R. Prazeres, J.M.Ortega, Optik Exp., 17, 10887-10894 (2009).

[10] S. Sauvage, A. Driss, F. Réveret, P. Boucaud, A. Dazzi, R. Prazeres, F. Glotin, J. - M. Ortéga, A. Miard, Y. Halioua, F. Raineri, I. Sagnes und A. Lemaître, Phys. Rev. B 83, 035302 (2011).

Date Added: Jul 17, 2011 | Updated: Jun 11, 2013

Last Update: 14. June 2013 06:56

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